Van der Does

• Je komplexer die Umgebung desto mehr Regulation wird benötigt

• Sigma Faktoren regulieren Transkription: Coreenzym (aus mehreren UE), Sigma UE RNA Polymerase bindet an -35 & -10 Sequenzen (versch. Molekulargewichte -> versch. Antworten)

• Bakteriophagen verwenden alternative Sigmafaktoren

Negative Regulation:

e.g: Arginin Operon - Arginin = Corepressor bindet Repressor -> Transkription blockiert, kein Arginin -> Transkription

Lactose Operon - Ligand: Allolactose = Inducer bindet -> Entfernt Repressor -> Transkription

Positive Regulation:

Ligandbindung entfernt Activator Protein -> Transkription aus

Maltose Operon - Ligandbindung durch Maltose - Inducer -> Transkription an

a) Regulation durch DNA Methylierung

b) Regulation durch DNA Inversion

c) Regulation durch Lokale Sequenz Variation: 10 TA - repeats -> zu wenig keine Transkription, zu viele - verringerte Transkription

• Transkiptionsregulatoren

• häufigste DNA-binde-Struktur in Bakterien

• winged HTH - unterscheidbar durch C-terminalen ß-Strang Hairpin

• Fusioniert an viele weitere Domänen

Rho-unabhängige Termination: Haarnadelstruktur, gebildet durch invertierte Wiederholungen, gefolgt von einer Kette von Uracilen

Rho-abhängige Termination: Haarnadel bremst Polymerase & ermöglicht nachfolgendem Protein, Rho, aufzuholen & Polymerase vom Template abzulösen

Rho = Hexamere Polymerase bindet Rho-Bindestelle auf RNA & transportiert diese (unter ATP) in 5’ -> 3’ Richtung, Ablösen RNA von DNA Template & RNA Polymerase

E.coli Start-Codons: AUG, GUG, UUG

Stop-Codons: UAA, UGA, TAG

Translationsinitiation: RBS - Shine Dalgarno Sequence

• Regulationsstep - abhängig von Zugänglichkeit des 5’-Endes für Translationsfaktoren, Basepairing der RBS & 16S RNA, Abhängig von Open Reading frame

• Verschiedene Codons -> Schnelligkeit der Translation unterschiedlich

Regulationsmechanismen:

• RBP reguliert Zugang für Ribonuclease (Direkte Competition, Negativ o. Positiv Effekt)

• Translationsinitiation - Ribosome an RBS (Direkte Competition, Negativ Effekt, Positiv Effekt, Entrapment, Indirekte Competition)

• Trankriptionelle Attenuation - RBP kann vorzeitige Transkriptionsterminierung positiv/negativ beeinflussen durch Stabilisierung Terminatorstruktur / anti-Terminatorstruktur, Freilegung Erkennungstelle für Transkriptionsterminierungsprotein z.B Rho

RNA Sensoren:

• Liganden-induzierte Bildung von transkriptionellen Terminatoren oder Anti-Terminator RNA-Strukturen

• Ligandenbindung macht RBS unzugänglich oder befreit die RBS.

RNA-Thermometer:

• Höhere Temperaturen befreien RBS

• Reversible Temperaturabhängige Bildung alternativer sekundärer RNA-Strukturen, die die Transkriptionsterminierung oder die Translation Initiation beeinflussen

Cis-antisense-sRNAs regulieren mRNA-Translation & Transkriptions-Attenuation, indem sie die Ribosomen-Bindungsstelle in eine doppelsträngige RNA-Sekundärstruktur binden und eine Terminatorstruktur in der mRNA induzieren.

Trans-acting sRNAs regulieren Genexpression mit hilfe von Chaperonproteinen (z.B. Hfq) für Stabilisierung und Bindung, beeinflussen entweder die Translation durch Sequestrierung oder Freisetzung der RBS oder indirekt durch Bindung an inhibierende RBPs.

Bsp: Phosphofructokinase wird allosterisch reguliert durch Phosphoenolpyruvat (PEP)

am meisten modifiziert: AA mit Seitenketten mit Hydroxy, Amino oder Thiolgruppen

-> beeinflussen chemische Eigenschaften der modifizierten Aminosäurereste & benachbarter Polypeptidregionen

-> beeinflussen Proteinladung, Konformation, Bindungseigenschaften & Funktion

-> Proteine/AA-reste können mehrere Modifikationen tragen (Mono-, Di-,Trimethylierung von Lysinen)

-> Pupylation kann selbst modifiziert werden z.B phosphoryliert

-> meist reversibel & dynamisch;

-> N-terminale Acetylierung irreversibel

• 2-component System - Phosphattransfer

• Hanks-type Kinasen - ATP abhängige Phosphorylierung

• Bacterial Tyrosine (BY) Kinasen - ATP abhängige Phosphorylierung

• Arginin Kinasen - ATP abhängige Phosphorylierung

• mehrere Komponenten: histidin-Proteinkinase mit C-terminaler response Domäne

• mind. 2 Histidin-Asparaginsäure-Phosphorylierungs-übertragungen -> Phosphotransferprotein mit Histidin

• Sensor-Kinase versch. Domänen: PAS - PER ARNT SIM;

  HAMP - z.B in Histidinkinasen

4 Phosphatase Superfamilien:

Metallabhängige Phosphatasen (PPMs):

Mg2+/ Mn2+ abhängig, dephosphoryliert Ser-P & Thr-P, manchmal Tyr-P

Phosphoproteinphosphatasen (PPPs):

dephosphorylieren Ser-P & Thr-P, manchmal Tyr-P)

Protein-Tyr-Phosphatasen (PTPs):

dephosphorylieren Tyr-P

low-molecular wight Protein-Tyr-Phosphatasen: dephosphorylieren Tyr-P

Bsp: Dephosphoryloerung durch Phosphatase PP2A

N (nitrogen)-Glykosidisch: an Asparagin an N-X (S/T) Erkennungssequenz

> häufiger in Eukarya & Archaea

Prinzip:

1. Aktivierung Zucker durch Nucleotid -> Modifikation des Nukleotid aktivierten zucker

2. Zucker wird gekoppelt an undecaprenyl Pyrophosphat (peptidoglycan biosynthese)

3. weitere Modifikationen

4. Translokation über die IM ins Periplasma via ABC-Transporter dabei wird es geflippt

5. Transfer der Aminogruppe von Asn an Protein konensus sequenz via oligosaccharyl transferase

O(oxygen)-Glykosidisch: an Serin, Threonin

Unterschied: Transfer Aminogruppe von Ser/Thr via oligosaccharyl transferase

• häufiger als Phosphorylierung aber Enzyme noch unbekannt

A: Irreversibler enzymatischer Transfer von Acetylgruppe auf N-terminale Aminogruppe des Polypeptids

via NAT: N-terminal acetyltransferase

B: Reversible Acetylierung der ε-Aminogruppe des Lysinrestes

KAT: Lysine acetyltransferases

KDAC: Lysine deacetylases

• Acs (Enzym Synthese Acetyl-CoA aus Acetat reguliert durch Acetylierung

-Moleküle, die Signale von einem Rezeptor an ein Ziel übertragen.

1st messengers: Moleküle, die außerhalb der Zelle wirken (Hormone)

2nd messengers: Moleküle, die innerhalb der Zelle wirken

Hydrophobe Moleküle: Diacylglycerol & Phosphatidylinositole

Hydrophile Moleküle: cAMP, pppGppp, ppGPPP, c di AMP, c di GMP, cGMP, IP3 und Ca2+

Gase: Stickstoffmonoxid (NO), Kohlenmonoxid (CO) und Wasserstoffsulfid (H2S)

cAMP - Katabolit Repression

• PTS, & Lac Operon

ppGpp - Stringente Kontrolle

c-di-AMP: Osmoregulation

c-di-GMP: Biofilmbildung

- Unbeladene tRNA im Ribosom führt zur Stimulation von RelA, einem (p)ppGpp-Synthetase-Enzym

- Kohlenstoffmangel und Stress aktivieren SpoT, ein weiteres (p)ppGpp-Synthetase-Enzym

ppGpp bindet RNA-Polymerase

- Hemmung der Replikation und Proteinsynthese.

- Aktivierung der Transkription von Stressgenen und der Aminosäuresynthese

- c-di-AMP ist an osmotischer Regulation beteiligt

- Kaliumionen-Homöostase ist für das bakterielle Überleben entscheidend und wird von c-di-AMP beeinflusst

- Hohe Konzentrationen von Kalium und c-di-AMP hemmen den Kaliumimport und stimulieren den Kaliumexport.

- Die Expression von ktrAB und kimA wird durch den c-di-AMP-abhängigen ydaO-Riboswitch in B. subtilis reguliert.

- c-di-AMP bindet direkt an Proteine wie KtrC und KdpD, die in Kaliumaufnahmesystemen von Bakterien involviert sind.

- c-di-AMP beeinflusst die Aktivität von Proteinen wie CpaA und reguliert den Transport von Osmolyten.

- In Milchsäurebakterien wird die Repression der busAB-Gene durch BusR vermittelt, wobei c-di-AMP für die DNA-Bindung erforderlich ist.

• Die Proteinfaltung beginnt, wenn das Protein aus dem Ribosom austritt.

• Die Proteinfaltung ist in den drei Lebensdomänen konserviert.

3-Schritte Prozess

• Trigger Faktor (TF) bindet an Ribosomenausgang & hilft bei Proteinfaltung (ATP unabhängig)

• DnaJ - bindet ungefaltete Proteine, DnaK - bindet DnaJ & ungefaltetes Protein (ATP Verbrauch), GrpE - Nucleotid Austausch Fakktor für DnaK, ATP Bindung -> Substratrelease

• GroEL, GroES - Vermitteln Faltung innerhalb des hydrophilen Hohlraums von GroEL

ATP-abhängige Proteasen: nutzen die Energie aus der Hydrolyse von ATP, um den Abbau von Zielproteinen zu katalysieren

-> Degradierung falsch-gefalteter Proteine durch Protease innerhalb des Hohlraums

Hexamerischer Erkennungspart erkennt substrat -> Transport in den Hohlraum mit Protease -> Unfoldase entfaltet Protein -> Abbau des Proteins

• Degron: Proteinsequenzelement -> proteolytische Erkennung, umfasst kurze, unstrukturierte Peptidsequenzen

• Z.B ClpXP baut jedes Protein mit zugänglichen Ala-Ala am C-Terminus ab

• im Inneren des Proteins -> nur freigelegt, wenn Protein entfaltet ist

• Z.B Transkriptionsrepressor Fnr nur unter oxidierenden Bedingungen abgebaut -> Zerstörung [4Fe4S]-Cluster,der Fnr-Dimere stabilisiert. Abbau-Signale im Fnr-Monomer freigelegt, die zum Abbau durch ClpXP führen.

Häufig werden die N- und C-terminalen Aminosäuren durch AAA+-Proteasen oder ihre Adapterproteine erkannt.

E. coli Proteine mit Phe, Leu, Trp oder Tyr beginnen, durch einen ClpS-Adapter erkannt, der sie zur Degradation an ClpAP weiterleitet.

N-terminales Leu oder Phe kann enzymatisch zu Proteinen hinzugefügt werden, die mit Lys oder Arg beginnen, was anschließende ClpS-Erkennung und Degradation ermöglicht.

In Eukaryoten: Ubiquitinierung

in E.coli Tag aus 11 Resten (AANDENYALAA) mit konservierter C-terminaler LAA Sequenz

selbst erhaltender biologischer Rhythmus, der durch eine Periode von etwa 24 Stunden gekennzeichnet ist

Ein Zeitgeber ist ein externer oder Umweltreiz, der die biologischen Rhythmen eines Organismus an den 24-Stunden-Licht-/Dunkelzyklus und den 12-Monats-Zyklus der Erde anpasst oder synchronisiert.

- Der Rhythmus ist endogen und kontinuierlich unter konstanten Umweltbedingungen (freilaufend)

- Die Periodendauer ist unabhängig von der Temperatur (Temperaturkompensation)

- Rhythmische Umweltsignale, z.B. Licht, stellen die Phase genau auf 24 Stunden ein (Synchronisation)

Beispiele:

• Expression des Luciferase gen (luxAB) -> Lumineszenz

• Trennung Photosynthese (generiert Sauerstoff) & Stickstoffixierung (Nitrogenase O2 empfindlich)

Eukaryoten:

• Heterodimerer TF mit Kontroll Feedback-loops der Gen-Expression

• Lokalisierung im Zellkern wichtiger Zeitpunkt

Prokaryoten:

• Zusammenbau und Zerlegung von makromolekularen Komplexen

• Unabhängig von Zellteilung

• Posttranslationaler Oszillator

-> vollständig verschiedene Modelle, keine homologen Gene in zwischen Eukaryoten und Prokaryoten

Eingangssignale:

- Justieren die innere Uhr an die äußeren Signale an

Oszillator:

- Aufrechterhaltung des 24-Stunden-Rhythmus

Ausgangssignale:

- Übertragung der Informationen

3 Bestandteile: KaiC hexamer (A-loops -> Autokinase, Autophosphatase, ATPase), KaiA Dimer, KaiB Tetramer

• KaiA bindet schwach phosphorylierten KaiC-Hexamer & stimuliert dessen Autophosphorylierung

• Monomerisches KaiB bindet KaiC sobald KaiC Phosphorylierter ist

• KaiA wird von KaiB verdrängt

• KaiB aktiviert die Dephosphorylierungsaktivität von KaiC

• Das KaiBC-Komplex bindet KaiA über KaiB, und der KaiBC-Komplex wird bei niedrigeren Phosphorylierungsgraden instabil, woraufhin KaiB sich dissoziiert.

• KaiA kann direkt an KaiC binden, wenn KaiC schwach phosphoryliert ist.

  
  

  
  

-> synchronisiert die KaiABC-Uhr über den Redoxzustand des Chinonpool

• Tagsüber - Chinone durch Photosynthese reduziert (rot Q), Nachts - über Atmung

• Wechsel Photosynthese zu Atmung -> Chinonpool vorübergehend oxidiert

• Tagsüber - KaiA & KaiC -> Zytoplasma, CikA -> Zellpole

• KaiA, KaiC & CikA an Zellpolen kollokalisiert, CikA & KaiA interagieren mit oxidierten Chinonen (blau "Q"). CikA interagiert mit KaiB, während es an KaiC gebunden ist

• Oxidiertes Chinon (blau) in der Phosphorylierungsphase löst eine Dissoziation von KaiA aus der A-Schleife aus, was zu einer frühen Dephosphorylierung von KaiC und einer Phasenvorverlagerung führt.

• Oxidiertes Chinon in der Dephosphorylierungsphase führt dazu, dass sich CikA von KaiB dissoziiert und KaiA an KaiB bindet, was zu einer Dephosphorylierung von KaiC und einer Phasenverzögerung führt

• 2-Komponenten Signalweg: His-Kinase SasA & Responseregulator RpaA, SasA konkurriert mit KaiB um KaiC Bindung -> Autophosphorylierung SasA -> Phosphotransferierung auf RpaA