Klausurrelevant

• Vermeidung von Substratinhibition und toxischen Metaboliten

• Steigerung der Zelldichte und Produktkonzentration

• Kontrolle des Stoffwechsels

1. Konzentration der Nährstoffe in der Zulösung

2. Zusammensetzung der Nährlösung (z. B. Glukose, Aminosäuren, Spurenelemente)

3. Zeitliche Fütterungsstrategie (Startzeitpunkt, kontinuierlich vs. pulsatil)

4. pH-gekoppelte Nährstoffzufuhr

5. DO-gekoppelte Nährstoffzufuhr (Sauerstoffregelung)

1. Exponentielle Substratzufuhr (simuliert konstante spezifische Wachstumsrate)

2. DO-Stat (Fütterung gesteuert über gelösten Sauerstoff)

3. pH-Stat (Fütterung gesteuert über pH-Änderungen)

4. Metabolite-Stat (z. B. Glukose- oder Laktat-konzentrationsabhängig)

1. Hohe Prognosefähigkeit → Modell muss den Prozess realistisch abbilden können.

2. Anpassungsfähigkeit → Modell muss auf veränderte Prozessbedingungen (z. B. Schwankungen in Zellwachstum oder Metabolismus) reagieren können.

Im Bereich von 20–40 Stunden (oft ca. 24–36 h).

Nein, es erfolgt keine aktive Regelung

–> die Bedingungen werden nur durch das Medium (Pufferkapazität, Gaspermeabilität des Flaschenverschlusses) passiv stabilisiert.

ELISA (Enzyme-Linked Immunosorbent Assay)

Den Anteil lebender Zellen an der Gesamtzellpopulation, meist in Prozent.

1. Kohlenstoffquelle (z. B. Glukose)

2. Stickstoffquelle (z. B. Aminosäuren, Peptone)

1. Glukose (bei zu hohen Konzentrationen → Substratinhibition)

2. Laktat (Stoffwechselprodukt, kann toxisch wirken)

3. Ammonium / Ammoniak (aus Aminosäureabbau, toxisch bei hohen Konzentrationen)

Weil eine erhöhte Rührerdrehzahl zu Scherkräften führt, die Zellen schädigen oder abtöten können. Außerdem kann die Homogenität der Kultur beeinträchtigt werden.

1. Mittelwert der gezählten Zellen: (12.358+14.779+16.139+13.912)/4=14.297

2. Korrektur für Trypanblau-Verdünnung (1:2): 14.297×2=28.594

3. Korrektur für PBS-Verdünnung (1:5): 28.594×5=142.970

4. Umrechnung auf Zellen pro mL (45 µL → 1 mL):

   -> 14.2970×(1000/45) ≈ 3,18×10^6 Zellen/mL

BSA (Bovine Serum Albumin) wird als Blockierprotein verwendet, um freie Bindungsstellen auf der Oberfläche der Platte zu blockieren und so unspezifische Bindungen von Antikörpern oder anderen Proteinen zu verhindern

3

4 a = 1:10;

5 y = a.^2;

6 figure

7 plot(a,y,'-bo')

dadurch existiert a beim Berechnen von y und Plotten.

1 bis 10 ist einfach nur ein Beispielwert

Der Befehl figure erzeugt ein neues, leeres Fenster für Grafiken, sodass nachfolgende Plots in einem separaten Diagramm dargestellt werden, ohne bestehende Plots zu überschreiben.

• ode23 → löst die Differentialgleichungen des Zellkulturmodells numerisch.

• balances → enthält die Modellgleichungen (z. B. Massenbilanzen für Substrate, Biomasse, Produkte).

• Ausgabe:

  • Sim → Matrix mit den Konzentrationen über die Zeit

  • tsim → Zeitvektor der Simulation

• balances → Funktion mit Differentialgleichungen

• tspan → Simulationszeit

• y0 → Anfangsbedingungen

• Bauweise: Das Objektiv ist unterhalb des Objekttischs angeordnet. 

• Beleuchtung: Die Beleuchtung und das Licht werden von oben auf die Probe gerichtet. 

• Anwendung: Es ist ideal für das Betrachten von Zellen in großen Kulturgefäßen wie Petrischalen oder Flaschen, da der weite Probenraum und der größere Abstand zwischen Objektiv und Probe dies ermöglichen. 

• Weitere Vorteile: Ermöglicht das Betrachten von großen und schweren Proben, da keine Einschränkung durch ein oberhalb befindliches Objektiv besteht. 

Das Enzym katalysiert eine Farbreaktion mit dem Substrat, wodurch die Bindung quantitativ nachgewiesen werden kann.

• Messung der optischen Dichte (OD) der Farbreaktion

• Meist mit einem Plattenphotometer oder Mikroplattenleser

1. Beschichtung der Platte:

   • Ein Capture-Antikörper wird auf die ELISA-Platte aufgebracht.

   • Dieser Antikörper ist spezifisch für das zu messende Antigen.

2. Aufnahme des Antigens:

   • Probe mit unbekannter Antigen-Konzentration wird auf die Platte gegeben.

   • Das Antigen bindet spezifisch an den Capture-Antikörper.

3. Nachweis-Antikörper:

   • Ein sekundärer, enzymmarkierter Antikörper wird zugegeben.

   • Dieser bindet an eine andere Epitope-Stelle des Antigens, sodass das Antigen „eingeklemmt“ wird – daher der Name „Sandwich“.

4. Farbreaktion:

   • Enzymsubstrat wird hinzugefügt.

   • Das Enzym katalysiert eine Reaktion, die eine Farbänderung erzeugt.

   • Die Farbintensität ist proportional zur Antigenmenge.

5. Messung:

   • Messung der optischen Dichte (OD) im Plattenleser.

   • Aus Standardkurve kann die Antigenkonzentration in der Probe berechnet werden.

• Animpfdichte 4g/L BTM

• maximal 6 h

• Probennahme & Biotrockenmassebestimmung alle 30 min

• Melasse verwenden (33% Glucoseanteil)

• Photometrischemessung

• Trübungsmessung

• HPLC (Glucose & Ethanol)

• Glucotest

• Alcotest (Abluft)

• Impfmenge 200 mL

• 30°C, pH 5

• Drehzahl Rührer Kaskadenregelung (O2 min. 30%)

• Belüftung Kaskadenregelung (O2 min. 30%)

• 8L sterilisiertes Startmedium

• Feed: 1:1 Mit VE Wasser -> 165 g/L Glucose

• Ausgangsmaterial: Backhefe, Trockenstoffgehalt 27–30 %

• Vermengung: 200 ml steriles Medium (aus 8 L)

• pH-Absenkung: mit 2 M H₂SO₄ auf pH 2,0 ± 0,1 → 20 min stehen lassen (abtötend für Bakterien)

• pH-Anhebung: mit 4 M KOH auf pH 4,5–5,0

• Verwendung: vorbereiteter Impfansatz zur Animpfung des Fermenters

1. Situation: Ziel ist maximale Biomasseproduktion; Ethanol unerwünscht.

2. Effekt: Plötzliche Glucosezugabe kann Hefe kurzfristig zu fermentativem Stoffwechsel (Ethanolbildung) „umschalten“, auch wenn Sauerstoff vorhanden ist.

3. Mechanismus: Hefe bevorzugt schnelle Glykolyse → verstärkte CO₂- und Ethanolproduktion, Biomassewachstum nicht optimal.

4. Bedeutung: Bei Biomasse-fermentationen unerwünscht → Glucosezugabe muss kontrolliert/gradual erfolgen.

   
   

Freisetzung und anschließende Fraktionierung intrazellulärer Enzyme (Fumarase, G6P-Dehydrogenase) aus Hefezellen durch Hochdruckhomogenisation und Ammoniumsulfat-Fällung.

Zellsuspension wird auf 500–1000 bar gepresst

→ beim Austritt entstehen hohe

• Strömungsgeschwindigkeiten (~350 m/s)

• Turbulenz

• Kavitation

• Scherkräfte, die die Zellwand zerstören.

• mikroskopische Untersuchung (aufgeschlossene vs. intakte Zellen)

• pH

• Leitfähigkeit

• Temperatur

• Volumenstrom vor/nach der Homogenisation.

• Proteine werden in wässriger Lösung von Hydrathüllen stabilisiert.

• Salz-Ionen verdrängen diese Hüllen → Proteine verlieren Löslichkeit und fallen aus.

• Unterschiede in Fällungsparametern erlauben Trennung.

1. Hefe-Rohextrakt wird mit Ammoniumsulfat auf

   30–70 % Sättigung gebracht

2. → Proteine fallen stufenweise aus

3. → Trennung durch Zentrifugation in Überstand (löslich) und Sediment (ausgefallen).

Aufnahme von Fällungskurven für Fumarase und G6P-Dehydrogenase

→ Bestimmung der Aktivitätsverteilung und Beurteilung der Trennbarkeit der beiden Enzyme.

• Pufferart/-konzentration

• pH-Wert

• Temperatur

• Substratkonzentration

• Cofaktoren

• Aktivatoren

• Inhibitoren.

• Produktion

• Abtrennung

• Konzentrierung

• Reinigung

  von α-Amylase aus Bacillus amyloliquefaciens.

• 30 °C

• pH 7,1

• 500 min⁻¹ Rührgeschwindigkeit

• Belüftung 3 L/min

• ca. 18–20 h Fermentation.

1. Spaltung von Stärke → Bildung reduzierender Zucker (Maltose)

2. Reaktion mit 3,5-Dinitrosalicylsäure (DNSA)

3. Farbstoffbildung messbar bei 540 nm.

Die Enzymmenge, die bei 25 °C und pH 6,9

1 µmol Maltose pro Minute aus löslicher Stärke freisetzt.

1. Mikrofiltration (Bakterienentfernung)

2. Ultrafiltration (Konzentrierung)

3. Acetonfällung

4. Gelfiltration (Reinigung).

• Suspension strömt parallel zur Membran

  → Scherkräfte verhindern Deckschichtbildung

• Eingesetzt zur Abtrennung von Bakterien (Mikrofiltration)

  & zur Enzymkonzentrierung (Ultrafiltration).

• Trennung nach Molekülgröße

• große Moleküle werden früher

• kleine später eluiert.

• Nährmedium (z. B. Maltose)

• pH-Wert

• Temperatur

• Sauerstoffversorgung

• Wachstumsphase der Bakterien.