Entwichklungsphysiologie

• Embryonalentwicklung:

  • Aus der befruchteten Eizelle (Zygote) entwickelt sich durch asymmetrische Zellteilungen der pflanzliche Embryo, in dem Spross und Wurzel bereits sehr früh angelegt werden.

• Juvenile Phase (Vegetativer Phasenwechsel):

  • Periode des vegetativen Wachstums, geprägt von der Entwicklung des Keimlings und der Ausbildung von vegetativen Organen wie Wurzeln und Blättern.

• Adulte Phase:

  • Abschluss des vegetativen Phasenwechsels, die Pflanze erreicht ihre volle Größe und Reife.

• Reproduktive Phase:

  • Gekennzeichnet durch die Induktion der Blütenbildung und die Fortpflanzung (Befruchtung)

• Einlagerung von Speichermolekülen: Fette, Proteine und Zucker (Stärke) werden als Reservestoffe eingelagert.

• Reduktion der physiologischen Aktivität: Die Zellatmung und der Chlorophyllgehalt sinken drastisch.

• Austrocknung: Der Wassergehalt des Samens wird stark reduziert, was in die Samenruhe (Dormanz) überleitet

• Vorzeitiges Keimen von Samen, während sie noch mit der Mutterpflanze verbunden sind (z.B. Keimlinge, die direkt aus einer Frucht wie Tomate, Erdbeere oder Maiskolben wachsen).

• Es handelt sich um eine Keimung ohne vorherige Quieszenz- oder Dormanz-Phase (Samenruhe)

• Wasseraufnahme (Quellung): Initiator für Stoffwechselprozesse.

• Kälte: Bricht die Dormanz (Stratifikation).

• Licht: Hellrotes Licht bricht bei bestimmten Arten (z.B. Salatsamen) die Samenruhe.

• Hormoneller Abbau: Die Verringerung der Konzentration des keimungshemmenden Hormons Abscisinsäure (ABA) ist entscheidend für den Keimungsprozess

• Die Brechung der Samenruhe (Dormanz) durch einen längeren Kältereiz

• Quellung: Der Samen beginnt, Wasser aufzunehmen.

• Aufbrechen der Samenschale: Durch den Wasserdruck reißen Testa und Endosperm auf.

• Wurzelwachstum: Die Keimwurzel (Radicula) tritt aus und verankert sich im darunterliegenden Substrat.

• Sprossdurchbruch: Der Spross durchbricht die Erdoberfläche.

• Vegetationsphase: Die Pflanze mobilisiert Hauptnährstoffe und entwickelt ihre ersten Blätter

• Skotomorphogenese (Dunkelentwicklung): Langes, stark gestrecktes Hypokotyl, Ausbildung eines Hypokotylhakens zum Schutz des Meristems, ungeöffnete und gelbliche Keimblätter (Kotyledonen), schwach ausgebildetes Wurzelsystem.

• Photomorphogenese (Lichtentwicklung): Kurzes Hypokotyl (Wachstum stoppt), kein Haken, geöffnete und ergrünte Keimblätter, starke Wurzelentwicklung

• Keimung von Samen (Brechung der Dormanz).

• De-Etiolierung (Wechsel von Skoto- zu Photomorphogenese).

• Blattentwicklung und Chlorophyllsynthese.

• Internodiumsverlängerung bei adulten Pflanzen (Schattenvermeidungsreaktion).

• Blütenbildung (bei bestimmten Pflanzen) und Replikation von Plastiden

• Phytochrome sind Photorezeptoren, die zwischen zwei Zuständen hin- und herwechseln können, basierend auf einer cis-trans-Isomerisierung ihres Chromophors.

  • Inaktive Form (Pr): Absorbiert hellrotes Licht (ca. 660 nm) und wandelt sich dadurch in die aktive Pfr-Form um.

  • Aktive Form (Pfr): Absorbiert dunkelrotes Licht (ca. 730 nm) und wandelt sich dadurch wieder in die inaktive Pr-Form zurück

• Blätter von Nachbarpflanzen absorbieren hellrotes (und blaues) Licht für die Photosynthese, lassen aber dunkelrotes Licht ungehindert passieren.

• Pflanzen im Schatten erfahren daher ein verändertes Lichtspektrum mit einem sehr niedrigen Verhältnis von Hellrot zu Dunkelrot (low R:FR).

• Dieser Überschuss an Dunkelrotlicht überführt das Phytochrom in die inaktive Pr-Form, was der Pflanze "Dunkelheit" simuliert und das Entwicklungsprogramm für starkes Längenwachstum (um dem Schatten zu entkommen) aktiviert

• Die Absorption von Rotlicht führt zu einer strukturellen Konformationsänderung, die eine Kernlokalisierungssequenz (NLS) und eine Proteinkinasedomäne freilegt.

• Die aktive Pfr-Form wandert vom Cytoplasma in den Zellkern.

• Im Zellkern fungiert ein Teil als Kinase und phosphoryliert Proteine, während ein anderer Teil direkt mit Transkriptionsfaktoren interagiert.

• Dies löst eine massive transkriptionelle Kaskade aus, die die Expression von tausenden Genen verändert

• Über spezielle Photorezeptoren, die in zwei Hauptklassen unterteilt werden:

• Phototropine: Zuständig für die Wahrnehmung der Lichtrichtung und das Wachstum hin zur Lichtquelle (Phototropismus) im Zusammenspiel mit dem Hormon Auxin.

• Cryptochrome: Regulieren Prozesse wie die lichtabhängige Keimlingsentwicklung (De-Etiolierung) und den Blühzeitpunkt

• COP1 wirkt als zentraler Repressor (Unterdrücker) der Photomorphogenese im Dunkeln.

• Es baut durch Ubiquitinierung wichtige Transkriptionsfaktoren (wie HY5) ab, die für die Lichtentwicklung nötig sind.

• Sobald Licht von Phytochromen und Cryptochromen wahrgenommen wird, hemmen diese COP1, wodurch die Photomorphogenese ablaufen kann

• Sie stellt sicher, dass Samen in gemäßigten Breiten nicht bereits im warmen Herbst keimen, sondern erst, nachdem ein kalter Winter durchlebt wurde.

• Dies garantiert, dass der Keimling im Frühjahr bei optimalen Bedingungen heranwächst und nicht im Winter erfriert

• Ein typisches Bild für eine solche Mutante (wie in der Vorlesung gezeigt) ist eine cop1-Mutante: Obwohl sie im Dunkeln wächst, zeigt sie die Charakteristika der Lichtentwicklung (Photomorphogenese mit kurzem Hypokotyl und geöffneten Kotyledonen).

• Funktion der Mutation: Da COP1 fehlt oder defekt ist, kann die Photomorphogenese im Dunkeln nicht mehr unterdrückt werden.

• Die Signalwege beider Photorezeptoren konvergieren am Repressor COP1.

• Sowohl durch Rotlicht aktivierte Phytochrome (phyA, phyB) als auch durch Blaulicht aktivierte Cryptochrome (cry1, cry2) hemmen die Aktivität von COP1, wodurch sie gemeinsam Transkriptionsfaktoren (wie HY5) vor dem Abbau schützen und die Lichtentwicklung parallel einleiten.

• Der Transport erlaubt eine extrem direkte Signalweiterleitung, da der Rezeptor selbst direkt an die DNA bindet oder mit Transkriptionsfaktoren im Kern interagiert.

• Dies minimiert die Abhängigkeit von diffundierenden, sekundären Botenstoffen im Cytosol, beschleunigt die Reaktionszeit und ermöglicht eine weitreichende, direkte transkriptionelle Kaskade (Regulation von 1000en Genen gleichzeitig)

Charakteristika der Photo- und Skotomorphogenese

Skotomorphogenese (Entwicklung im Dunkeln):

• Ausbildung eines stark verlängerten Hypokotyls.

• Bildung eines sogenannten Hypokotylhakens zum Schutz des Meristems beim Durchbrechen der Erde.

• Die Keimblätter (Kotyledonen) bleiben zusammengefaltet und geschlossen.

• Das Wurzelsystem ist im Vergleich zur Lichtentwicklung weniger stark ausgeprägt

Photomorphogenese (Entwicklung im Licht):

• Das Streckungswachstum des Hypokotyls ist gehemmt, es bleibt kurz.

• Der Hypokotylhaken öffnet sich (bzw. wird gar nicht erst gebildet).

• Die Keimblätter entfalten sich und ergrünen.

• Das Wurzelsystem ist deutlich stärker entwickelt

Durch Rotlicht regulierte pflanzliche Entwicklungsschritte

• Keimung der Samen.

• De-Etiolierung (Wechsel von Skotomorphogenese zu Photomorphogenese).

• Entwicklung der Blätter.

• Synthese von Chlorophyll.

• Internodiumsverlängerung bei adulten Pflanzen (Teil der Schattenvermeidungsreaktion),.

• Blütenbildung bei manchen Pflanzenarten.

• Replikation von Plastiden

Das Phytochrom-System als molekularer Schalter

• Phytochrome sind Photorezeptoren, die durch Licht bestimmter Wellenlängen zwischen einem inaktiven und einem aktiven Zustand hin- und hergeschaltet werden können.

• Inaktive Form (Pr): Diese Form absorbiert hellrotes Licht (Red) und wird dadurch in die aktive Pfr-Form umgewandelt,.

• Aktive Form (Pfr): Diese Form absorbiert dunkelrotes Licht (Far-red) und wandelt sich dadurch wieder in die inaktive Pr-Form zurück,.

• Die Basis dieses Schalters ist eine lichtabhängige cis-trans-Isomerisierung des an das Protein gebundenen Chromophors (Phytochromobilin)

Abläufe nach der Aktivierung der Phytochrome

• Die Absorption von Rotlicht durch das Chromophor bewirkt strukturelle Konformationsänderungen der Phytochrom-Untereinheiten.

• Durch diese Umstrukturierung werden im Protein eine Kernlokalisierungssequenz (NLS) sowie eine Proteinkinasedomäne freigelegt.

• Die aktive Form (Pfr​) verlagert sich daraufhin aus dem Cytoplasma in den Zellkern.

• Im Zellkern interagiert ein Teil des Pfr​ direkt mit Transkriptionsfaktoren und reguliert so unmittelbar die Genexpression.

• Ein anderer Teil des Pfr​ nutzt seine Kinaseaktivität, um andere Proteine zu phosphorylieren, welche die Transkription modulieren.

• Das Resultat ist eine massive transkriptionelle Kaskade, die die Aktivität von Tausenden von Genen beeinflusst

• Der Phasenwechsel wird durch das Zusammenspiel der microRNA miR156 und des Transkriptionsfaktors SPL gesteuert.

• In der juvenilen Phase blockiert miR156 die Ausprägung des SPL-Gens durch Bindung an dessen mRNA (Spaltung oder Translationshemmung).

• Während der Entwicklung sinkt der Spiegel an miR156 kontinuierlich.

• Dadurch wird der Transkriptionsfaktor SPL in der adulten Phase exprimiert, was die adulte Morphologie und die Blühkompetenz auslöst.

• a) Konstitutiv (zu viel miR156):

  Die Pflanze bleibt dauerhaft in der juvenilen Wuchsform stecken (z.B. runde Blätter ohne Trichome auf der Blattunterseite) und blüht nicht regulär.

• b) Gar nicht (ohne miR156):

  Die Pflanze überspringt die juvenile Phase, bildet sofort adulte Blätter (länglich, gezackt, Trichome auf der Unterseite) und geht verfrüht in die Blüte (reproduktive Phase) über.

• Photoperiode (Tageslänge).

• Temperatur und Vernalisation (längerer Kältereiz).

• Alter der Pflanze.

• Pflanzenhormone

• Das vegetativ wachsende Apikalmeristem (welches zuvor Blätter und Sprossabschnitte bildete) wandelt sich in ein Infloreszenzmeristem um.

• Aus diesem Infloreszenzmeristem entstehen dann Blütenmeristeme (welche zu den eigentlichen Blüten werden), Hochblätter sowie weitere Infloreszenzmeristeme

• Kurztagpflanze (KT):

  Blüht nur, wenn eine artspezifische, kritische Tageslänge unterschritten wird (die Nächte lang genug sind).

• Langtagpflanze (LT):

  Blüht nur, wenn eine artspezifische, kritische Tageslänge überschritten wird (die Tage lang genug sind)

Lieber eine Langtagpflanze, da in den skandinavischen Sommern (der Hauptwachstumszeit) die Tage extrem lang sind. Eine Kurztagpflanze würde in diesem Zeitraum nicht das benötigte Signal (kurze Tage) zum Blühen erhalten

• Die Tageslänge (Photoperiode) wird in den Blättern gemessen.

• Experimenteller Test ("Grafting" / Pfropfung): Man pfropft das Blatt einer Pflanze, die unter blühinduzierenden Bedingungen (z.B. Langtag für eine Langtagpflanze) stand, auf eine Pflanze, die sich unter nicht-induzierenden Bedingungen (Kurztag) befindet. Die uninduzierte Pflanze beginnt daraufhin zu blühen, was beweist, dass das Signal im Blatt erzeugt und in den Spross transportiert wird

• Ein kleines, mobiles Signalprotein namens FT (FLOWERING LOCUS T).

• Es wandert von den Blättern durch das Phloem (Siebröhren) bis in die Apikalknospe (das Sprossapikalmeristem), um dort das Blühen einzuleiten

• Im Apikalmeristem bildet das FT-Protein einen Komplex mit dem Protein FD.

• Dieser FT-FD-Komplex fungiert als Transkriptionsfaktor, der Blüh-Identitätsgene wie AP1 anschaltet und so die Transition zur Blüte startet

• Im Organismus läuft eine innere Uhr (~24h Rhythmus), welche die Expression bestimmter Faktoren (wie das Gen CO) steuert.

• Diese innere Rhythmik erzeugt ein bestimmtes "Zeitfenster der Empfindlichkeit".

• Eine Blühinduktion (die Signalweiterleitung an das Florigen) findet nur dann statt, wenn dieses interne molekulare Zeitfenster zeitlich genau mit einem externen Signal, dem Lichteinfall (Koinzidenzphase), übereinstimmt.

Langtagpflanzen:

• Die mRNA von CONSTANS (CO) erreicht ihr Maximum durch die innere Uhr am späten Nachmittag.

• Im Langtag fällt Licht auf dieses Zeitfenster.

• Lichtaktivierte Photorezeptoren (phyA, cry) stabilisieren das ansonsten instabile CO-Protein.

• Das stabile CO-Protein agiert als Transkriptionsfaktor und aktiviert die Expression des Florigens FT, die Pflanze blüht.

• Im Kurztag fällt die CO-Bildung in die Nacht, das Protein wird sofort abgebaut (Ubiquitinierung), kein Blühen.

Kurztagpflanzen (z.B. Reis):

• Das System ist ähnlich (CO=Hd1, FT=Hd3), allerdings hat CO eine entgegengesetzte Wirkung.

• In Gegenwart von Licht hemmt CO die Expression von FT.

• Unter Kurztag-Bedingungen liegt das Maximum der CO-Expression im Dunkeln, wo diese Hemmung ausfällt, woraufhin FT gebildet wird und die Pflanze blüht.

Innere Uhr:

• Ein endogener Rhythmus (circa 24h), der auch unter konstanten Laborbedingungen (z.B. Dauerdunkel) stabil weiterläuft und bestimmte Phänomene proaktiv vorhersagt ("freilaufend").

Hell-/Dunkelphasen:

• Sind rein exogene, umweltbedingte Stimuli, die den Rhythmus zwar anpassen (synchronisieren) können, aber im Gegensatz zu einer reinen Reiz-Reaktion (wie das einfache Sanduhrmodell) nicht alleinige Taktgeber sind.

• Antizipation: Die Pflanze kann tages- oder jahreszeitliche Ereignisse (wie den nahenden Sonnenaufgang) molekular vorhersehen und Prozesse (wie die Spaltöffnungen) schon vorbereiten, um Ressourcen optimal zu nutzen, anstatt nur passiv zu reagieren.

• Zuverlässigkeit: Die Photoperiode verläuft im Gegensatz zur sehr schwankenden Temperatur das ganze Jahr über exakt ab und ist daher ein zuverlässigerer Indikator für die genaue Jahreszeit (und den richtigen Blühzeitpunkt).

• Da der Spiegel von miR156 in der juvenilen Phase noch hoch ist und später abnimmt, könnte die Abnahme durch interne metabolische Signale der heranwachsenden Pflanze gesteuert werden, wie etwa das Alter per se oder die Menge an fixierter Energie (z.B. Zuckerkonzentrationen im Blattwerk).

• Je größer die Pflanze wird, desto mehr Zucker produziert sie, was ein Signal sein könnte, dass die Pflanze energetisch "reif" genug für den energieaufwendigen Schritt in die adulte und reproduktive Phase ist.

• Genexpression.

• Cytosolische Kalziumlevel und Proteinphosphorylierung.

• Chloroplastenbewegung.

• Öffnung der Stomata (Spaltöffnungen).

• Hypokotyllänge.

• Blatt- und Keimblattbewegung (Kotyledonen).

• Öffnen der Blütenblätter (Petalen).

• Blühzeitpunkt (Induktion).

• Man nutzt Mutanten von Arabidopsis thaliana (oder einer anderen Langtagpflanze), denen gezielt bestimmte Photorezeptoren fehlen (z.B. phyA-, phyB-, cry1- oder cry2-Mutanten).

• Diese Mutanten sowie Wildtyp-Pflanzen (Kontrolle) lässt man gezielt unter regulierten Langtag- und Kurztag-Lichtbedingungen aufwachsen.

• Wenn eine bestimmte Mutante unter Langtag-Bedingungen nicht mehr das charakteristische Blühverhalten zeigt (z.B. nicht blüht, da das CO-Protein nicht mehr vor dem Abbau geschützt wird), ist bewiesen, dass genau dieser fehlende Rezeptor essentiell für die Signalwahrnehmung der Photoperiode ist.

• miR156 immer exprimiert (zu viel):

  • Die Pflanze bleibt dauerhaft in der juvenilen Phase.

  • Sie bildet ausschließlich juvenile, abgerundete Blätter ohne Trichome auf der Blattunterseite und geht nicht normal in die Blühphase über.

• miR156 gar nicht exprimiert:

  • Die Pflanze überspringt die juvenile Wuchsform und geht verfrüht in die adulte und reproduktive Phase über.

  • Sie bildet sofort adulte Blätter (z.B. länglich, gezackt, mit Trichomen auf der Unterseite) und blüht extrem früh,.

• Das zuvor vegetativ wachsende Apikalmeristem (welches Blätter und Spross produziert) wird in ein Infloreszenzmeristem umgewandelt.

• Aus diesem Infloreszenzmeristem entstehen anschließend die Blütenmeristeme (aus denen sich die einzelnen Blütenstrukturen wie Kelch-, Kron-, Staub- und Fruchtblätter entwickeln), Hochblätter sowie weitere Infloreszenzmeristeme.

• Photoperiode (Tageslänge).

• Temperatur.

• Vernalisation (ein längerer Kältereiz).

• Alter der Pflanze.

• Pflanzenhormone.

• Die Photoperiode (Tageslänge) ist an einem bestimmten Standort über das Jahr hinweg immer exakt gleich und verlässlich.

• Die Temperatur hingegen kann täglich und jährlich massiv schwanken, weswegen die Photoperiode ein deutlich präziserer und verlässlicherer Indikator zur Bestimmung der korrekten Jahreszeit ist

• Man wäre lieber eine Langtagpflanze.

• In den skandinavischen Sommern (der pflanzlichen Wachstumszeit) sind die Tage extrem lang und die Nächte kurz. Eine Kurztagpflanze würde ihr Signal (kurze Tage) nicht bekommen und nicht blühen.

• Pflanzen können sehr geringe Unterschiede von nur 15 Minuten (0,25 Stunden) in der Tageslänge wahrnehmen, um ihre Blütezeit darauf abzustimmen.

• Die Tageslänge wird in den Blättern gemessen.

• Dies lässt sich durch Pfropf-Experimente ("Grafting") beweisen: Pfropft man das Blatt einer Pflanze, die sich im artgerechten Licht-Zyklus (z.B. Langtag) befand, auf eine Pflanze im nicht-induzierenden Kurztag, fängt diese an zu blühen.

• Da das Signal (die Photoperiode) im Blatt gemessen wird, die Blüte aber am Apikalmeristem gebildet wird, muss ein mobiles Signal vom Blatt durch die Pflanze (ins Phloem) transportiert werden.

• Dieses mobile Signal, welches das Meristem umprogrammiert, bezeichnet man als Florigen.

• Sanduhrmodell:

  • Ein lineares Ablaufen eines Timers während der Lichtphase.

• Externes Koinzidenzmodell (Zutreffender):

  • Die Messung erfolgt durch das Zusammentreffen (Koinzidenz) eines externen Lichtsignals mit einem durch die innere Uhr festgelegten sensiblen Zeitfenster

• Sanduhrmodell:

  • Das Licht startet einen Timer (wie eine umgedrehte Sanduhr), der einfach abläuft.

  • Erreicht er einen bestimmten Wert, blüht die Pflanze. Dieses Modell kann jedoch den "Night-Break-Effekt" (ein kurzer Lichtblitz in der Nacht stört die Blüte von Kurztagpflanzen) nicht erklären.

• Externes Koinzidenzmodell:

  • Die Pflanze besitzt eine innere Uhr (~24 h), die kontinuierlich läuft und bestimmte Rhythmen ("Zeitfenster") erschafft.

  • Eine Reaktion wird nur dann ausgelöst, wenn ein externes Signal (wie Licht) exakt in so ein internes, empfindliches Zeitfenster fällt.

• Die innere Uhr steuert die Bildung der mRNA für den Transkriptionsfaktor CO (CONSTANS).

• Das Maximum dieser CO-mRNA wird am späten Nachmittag / in der zweiten Tageshälfte erreicht.

• An langen Tagen fällt genau in dieses CO-Maximum noch Sonnenlicht (Koinzidenz).

• Das Licht sorgt dafür, dass das gebildete CO-Protein stabilisiert wird. Das stabile CO-Protein aktiviert dann die Expression des Florigen-Gens FT, wodurch die Pflanze blüht.

• Das einfallende Licht aktiviert pflanzliche Photorezeptoren wie Phytochrom A (phyA) und Cryptochrome (cry).

• Diese aktiven Photorezeptoren verhindern die Ubiquitinierung und den nachfolgenden Abbau des CO-Proteins im Proteasom, sodass es stabil bleibt und agieren kann.

• Das System nutzt ähnliche Proteine (CO heißt hier Hd1, FT heißt Hd3).

• Der große Unterschied: Fällt Licht in das Zeitfenster maximaler CO-Expression, wirkt das CO-Protein in Kurztagpflanzen als Hemmer (Repressor) der FT-Expression,.

• Nur im Kurztag, wenn das Maximum der CO-Menge in die Dunkelheit fällt, bleibt diese Hemmung aus, FT wird produziert und die Pflanze blüht,.

• Neben der Blütenbildung wird zum Beispiel auch die Ausbildung von Speicherorganen wie Kartoffelknollen stark durch die Photoperiode gesteuert.

• Innere Uhr:

  • Ein interner, autonomer Rhythmus, der fortlaufend (ca. alle 24h) stattfindet und sogar ohne externe Lichtreize (z.B. im Dauerdunkel) weiterläuft ("freilaufend"),.

• Tag/Nacht-Rhythmus:

  • Externe Umweltsignale (Licht/Dunkelheit), die in der Regel auf die Pflanze einwirken, Reaktionen direkt bedingen können oder dazu dienen, die innere Uhr jeden Tag neu zu justieren (synchronisieren),.

• Vorteile:

  • Durch die innere Uhr kann die Pflanze regelmäßige Ereignisse (wie den Sonnenaufgang oder Jahreszeiten) antizipieren (vorhersagen).

  • So kann sie ihren Stoffwechsel schon proaktiv vorbereiten (z.B. Enzyme für die Photosynthese im Voraus produzieren), anstatt passiv reagieren zu müssen,.

• Kontrollierte Prozesse:

  • Genexpression, intrazelluläre Kalziumlevel, Proteinphosphorylierung, Chloroplastenbewegung, das Öffnen der Spaltöffnungen (Stomata), die Hypokotyllänge, Blatt- und Keimblattbewegungen, das Öffnen der Blütenblätter (Petalen) sowie der Blühzeitpunkt.

• Vernalisation ist die Blühinduktion (das Auslösen der Blütenbildung) durch eine längere Kälteperiode, meist den Winter.

• Dieser Vorgang ist beispielsweise für den Entwicklungsunterschied zwischen Winter- und Sommerweizen verantwortlich.

• Der Mechanismus stellt sicher, dass die Pflanze nicht ungünstig vor oder während eines kalten Winters blüht, sondern erst im vorteilhaften Frühjahr oder Sommer, nachdem eine längere Frostperiode durchlebt wurde.

• Das Gen FLC (FLOWERING LOCUS C) wirkt in der Pflanze als Blüh-Repressor.

• Während der Kältephase (Winter) wird die Expression des FLC-Gens auf Chromatinebene abgeschaltet.

• Dabei wird der aktive Euchromatin-Zustand des Gens in inaktives Heterochromatin umgewandelt.

• Heterochromatin: Die DNA ist sehr dicht verpackt, für Transkriptionsfaktoren wenig zugänglich und eine Transkription ist dadurch nicht möglich (das Gen ist ausgeschaltet).

• Euchromatin: Die DNA-Verpackung ist aufgelockert und zugänglich, sodass das Gen aktiv abgelesen (transkribiert) werden kann.

• Vor dem Winter: Das FLC-Gen liegt als aktives Euchromatin vor, das Gen ist angeschaltet (ON) und die Blüte wird unterdrückt.

• Im Frühjahr: Nach der Kälteperiode (Vernalisation) liegt FLC als inaktives Heterochromatin vor (gekennzeichnet durch H3K27me3-Markierungen). Das Gen bleibt ausgeschaltet (OFF), wodurch die Blütenbildung freigegeben ist

• Die Expression verläuft bei mehrjährigen Pflanzen in einem wiederkehrenden Zyklus.

• Im Winter sinkt die FLC-Expression stark ab und bleibt im Frühjahr (der Blühperiode) auf einem Minimum.

• Im Sommer steigt die Expression wieder an, erreicht im Herbst ihr Maximum und unterdrückt eine erneute Blütenbildung, bevor sie im nächsten Winter wieder abfällt.

• Hormone sind Signalstoffe, die der interzellulären Kommunikation in der Pflanze dienen.

• Sie entfalten ihre Wirkung bereits in extrem geringen Konzentrationen (unter 10−6 Mol/L).

• Sie können endokrin (Bildungsort und Wirkungsort sind verschieden, was einen Transportprozess erfordert) oder parakrin (Wirkung erfolgt durch Diffusion in Nachbarzellen des Syntheseortes) agieren.

• Photoperiode (Tageslänge)

• Temberatur

• Vernalisation (Kältezeit)

• Alter der Pflanze

• Hormone

Winterweizen:

• im Herbst ausgesäht -> braucht längere Kälteperiode (Vernalisation), um im darauffolgenden Sommer zu blühen

Sommerweizen:

• wird im Frühjahr ausgesäht und blüht im selben Jahr ohne vorherige Vernalisation

• wächst Arabidopsis ohne Kältereiz auf, bleibt sie stark verzögert in der vegetativen Phase (bildet nur Blätter)

• wird sie jedoch Kälte (Vernalisation) ausgesetzt, blüht sie deutlisch schneller (bereits nach einem Monat)

Schweden:

• wachsen in kälterem Klima, sind winter-annuell und benötigen zwingend Vernalisation zum Blühen

Spanien:

• wachsen in wärmeren Gebieten, sind sommer-annuell und benötigen keine Vernalisation

Winter-annuell:

• Besinten intakte, funktionale FRI- und FLC-Gene (Repressoren der Blüte)

Sommer-annuell:

• entweder das FRI- oder das FLC-Gen mutiert (defekt), sodass Blüte nicht durch Kälte freigeschaltet werden muss

• Auxin spezifiziert die Position von Auxin-Maxima, welche für die korrekte Musterbildung (Patterning) des Embryos zwingend notwendig sind.

• Es reguliert Organwachstum und tropische Wachstumsreaktionen, wie beispielsweise den Gravitropismus (gesteuert u.a. über das Transportprotein PIN3)

• Es reguliert spezifisch die Transkription vielfältiger Zielgene.

• aus Tryptophan

• Influx (in die Zelle): Durch den Carrier AUX1, der negativ geladenes Auxin (IAA−) unter ATP-Verbrauch zusammen mit Protonen (H+) in das Zytosol transportiert, oder passiv als ungeladenes IAAH über die Plasmamembran.

• Efflux (aus der Zelle): Hauptsächlich über PIN-Proteine (z.B. PIN1) sowie über PGP1/PGP19-Transporter (unter ATP-Verbrauch).

• PIN-Proteine sind asymmetrisch (polar) an spezifischen Membranseiten einer Zelle lokalisiert und vermitteln den Export von Auxin (IAA−) nur in diese eine spezifische Richtung.

• Diese räumliche Verteilung ermöglicht eine präzise laterale Umverteilung von Auxin und den Aufbau zellspezifischer Auxin-Gradienten (z.B. im Embryo)

• ährend der Embryonalentwicklung an der apikalen und basalen Zelle, im künftigen Sprossapikalmeristem, in den Spitzen der Kotyledonen (Keimblätter) und im Wurzelpol.

• In Zonen des gerichteten Wachstums (Tropismus)

???

• Auxin fördert die Aktivität von Protonenpumpen, die den Apoplasten ansäuern. Das saure Milieu aktiviert Expansine, die die Zellwand auflockern, woraufhin die Zelle durch Turgordruck expandieren kann).

• Auxin wird als Anion (IAA−) gekoppelt an Protonen (H+) transportiert

• Der intrazelluläre Rezeptor für Auxin ist der SCFTIR1-Komplex.

• TIR1 fungiert dabei als F-Box-Protein innerhalb einer E3-Ubiquitin-Ligase.

• Er wirkt, indem er bei Bindung von Auxin mit dem Repressorprotein AUX/IAA interagiert. Diese Interaktion führt zur Ubiquitinierung und zum proteasomalen Abbau des Repressors.

• Ohne Auxin: Der Repressor AUX/IAA bindet an den Transkriptionsfaktor ARF (Auxin Response Factor) an der DNA (an sogenannten ARE-Elementen). Dadurch wird die Transkription von auxinabhängigen Genen blockiert.

• Mit Auxin: Auxin bindet an den Rezeptorkomplex SCFTIR1. Dies ermöglicht es dem Komplex, den Repressor AUX/IAA zu binden.

• AUX/IAA wird daraufhin über den SCFTIR1-Komplex polyubiquitiniert und vom 26S-Proteasom abgebaut.

• Der Abbau des Repressors schaltet den Transkriptionsfaktor ARF frei, woraufhin dieser die Genexpression (Transkription) der frühen Auxin-Antwort-Gene aktiviert.

• Feinregulation: Die enorme Kombination aus verschiedenen ARF-Transkriptionsfaktoren und AUX/IAA-Repressoren ermöglicht eine hochspezifische, gewebe- und entwicklungsabhängige Genregulation.

• Komplexe Musterbildung: Unterschiedliche PIN-Proteine können in verschiedenen Zelltypen spezifisch lokalisiert werden (z.B. PIN1, PIN3, PIN4, PIN7), um komplexe Gradienten im Gewebe zu steuern.

• Redundanz: Fällt ein Protein durch Mutation aus, können andere Mitglieder der Genfamilie die Funktion teilweise kompensieren.

• Man nutzt typischerweise Reportergene (Promotor-Reporter-Fusionen). Da man weiß, dass ARF-Transkriptionsfaktoren an ARE-Bindestellen (Auxin Response Elements) binden, kann man eine künstliche DNA-Sequenz mit ARE-Elementen vor ein farbgebendes Markergen (z.B. für GFP oder GUS) klonen.

• Überall im Gewebe, wo Auxin vorhanden ist und AUX/IAA abgebaut wird, aktiviert ARF den Reporter, was unter dem Mikroskop durch Färbung oder Fluoreszenz sichtbar gemacht werden kann.

• je länger Kälteperiode andauert, desto allmählicher nimmt FLC-mRNA (Blüh-Repressor) ab

• nach Kälteperiode bleibt Expression für Rest der Entwicklung epigenetisch stummgeschaltet

  • durch dauerhaftes "Ausschalten" des FLC-Gens im Frühjahr kann die Pflanze sicherstellen, dass sie nicht auf kurzzeitige Wärmeperioden im Spätherbst oder Winter reagiert.

  • Generationen-Reset: das epigenetische Gedächtnis wird bei der Samenbildung wieder zurückgesetzt, sodass die nächste Pflanzengeneration im darauffolgenden Winter den Kältereiz erneut benötigt

• durch Mutantscreening:

  • man sucht nach Arabidopsis-Mutanten, die trotz Vernalisation nicht blühen, weil der molekulare Mechanismus zur Stummschaltung defekt ist

Vor dem Winter (Euchromatin):

• DNA am FLC-Locus ist locker verpackt

• FLC wird transkribiert und verhindert Blühen

Im Winter/ nach dem Winter:

• durch Kältereiz wird DNA dicht verpackt

• für Transkription nicht zugänglich

• Modifikation durch epigentische Makierungen (H3K27me3)

  
  

• FLC coiert für Repressorprotein, welches Transkription wichtiger Blühgene (Gene wie FT, SOC1) blockiert

• verhindert, dass Pflanzen fälschlicherweise im Herbst oder einer kurzen Warmphase im Winter blüht

• stellt sicher, dass Forpflanzung (generative Phase (Blüte)) erst im vorteilhaften Winter erfolgt

  
  

• FLC-Spiegel verläuft im Rhythmus:

  • skinkt im Winter ab, wodurch die Pflanze im Frühjahr blühen kann

  • über Sommer steigt Expression wieder an und erreicht im Herbst Höhepunkt, um Fehlblüte vor nächstem Winter zu verhindern

• beide Signalwege konvergieren an denselben Knotenpunkten (FR und SOC1)

• Photoperiode fördert aktive Produktion von FT über CO-Protein, während Vernalisation die Bremse löst, indem sie Repressor FLC abschaltet, der FT ansonsten blockieren würde

Tiere:

• werden in hochspezialisierten Drüsen produziert

• über Blut transportiert

• spezifische Funktionen

Pflanzen:

• werden in verschiedenen Geweben (Spitzen, Blättern) gebildet

• diffundieren oder nutzen Zell-zu-Zell-Transport (Leitgewebe)

• steuert Vielzahl unterschiedlicher Prozesse

• wirken lokal

• Darwin zeigte, dass Koleoptilen sich zum Licht krümmen

• wurde Spitze abgedeckt oder entfernt, keine Krümmung

-> Signal wird in Spitze wargenommen und in unteren Teil übertragen, wo es die Krümmung auslöst

• Reiz ist chemischer und wasserlöslicher Natur:

  • konnte Gelschicht (Gelatine) passieren und Krümmung auslösen

  • wirde durch festes lipophiles Material (Butter) blockiert

• fing Signalstoff in Agarblöcken auf und setzte diese asymmetrisch auf spitzenlose Koleoptilen

• löst Krümmungswachstum auf Seite des aufgesetzten Blöckchens aus

  • benannte Stoff Auxin (Indol-3-Essigsäure)

• Zellstreckung und Meristem-Regulation

• Phototropismus (Krümmung zum Licht) und Gravitropismus (Krümmung zur Schwerkraft)

• Wurzelentwicklung und Seitenwurzelbildung

• Blattbildung, Embryonalentwicklung und Musterbildung

• Leitbündelbildung und Wundregeneration

1. Transaminierung

• durch Enzym TAA wird Aminogruppe abgespalten von AS Tryptophan

  • ensteht Idol-3-Pyruvat (IPA)

1. Oxidation

• durch Enzym YUC wird IPA zu Indol-3-Essigsäure (IAA, Auxin) oxidiert

Tryptophan

• Auxin wird durch Konjugation (z. B. an Aminosäuren oder Zucker) in inaktive Formen überführt.

• Konjugate dienen als Speicher und sind auch wichtig für Abbau (Degradation) und Regulation des Transports bzw. der Verteilung von Auxin.

Influx:

• im sauren Apoplast (Zellwand, pH 5.5) liegt Auxin protoniert als IAAH vor und diffundiert passiv in Zelle

Ion trapping:

• im neutralen Cytoplasma (pH 7) dissoziert es zu negativ geladenem IAA- und H+

• IAA- ist in Zelle gefangen

Efflux:

• kann Zelle nur aktiv durch spezifische, polar in Membran lokalisierten Transporter (PIN-Proteine) verlassen

• ermöglicht gerichteten Zell-zu-Zell transport

• Bilden einen reduzierten, nadelartigen Phänotyp aus (z.B. pin1)

• können fast keine Blätter oder Blüten mehr bilden, da der Auxinfluss für die Musterbildung und Organanlage fehlt

• PIN-Proteine sind asymmetrisch (z.B. nur am basalen Zellende) in der Plasmamembran verankert, wodurch Auxin gerichtet aus der Zelle in die Nachbarzelle geleitet wird (polarer Transport).

• ändern Wurzeln ihre Ausrichtung zur Schwerkraft (zB. horizontale Lage) lagern sich die PIN3-Proteine um

  • lenkt Auxin-Fluss asymmetrisch in Richtung Schwerkraft

    -> Zellen dort strecken sich weniger und Wurzel krümmt sich nach unten

• In speziellen "Auxin-Maxima":

  • Im Quiescent Center (QC) der primären Wurzel

  • in Blattprimordien (knospenartige Blattanlagen)

  • in embryonalen Polen

  • an der Schattenseite fototropisch stimulierter Sprosse.

• Durch Promotor-Reportergen-Konstrukte wie DR5::GUS

  • Wo Auxin transkriptionell aktiv ist, färbt sich das Gewebe durch die Reporter-Aktivität blau

• förder Streckenwachstum (Säure-Wachstums-Hypothese)

• reguliert Transkription spezifischer Zielgene

  • durch Freigeben von Abbau von Repressorproteinen

• stützende Zellulose-Mikrofibrillen

  • sind quervernetzt mit Hemicellulose

  • liegen eingebettet in Matrix aus Pektinen und speziellen Strukturproteinen

• Auxin stimuliert Protonenpumpen

  • Protonen (H+) in den Apoplasten gepumpt

    -> senkt pH (Ansäuerung)

• saure Milieu aktiviert Enzyme (Expansine)

  • kappt Quervernetzungen zwischen Cellulose und Hemicellulose

• Zellwand wird aufgelockert

  • Zellen strecken sich durch Tugordruck

• Das F-box Protein TIR1

  • Teil eines Ubiquitin-Ligase-Komplexes

• Komponenten von E3-Ubiquitin-Ligasen

• dienen Zielerkennung:

  • binden extrem spezifisch an abzubauende Proteine

  • sorgen dafür, dass Ubiquitin-Ketten als Abfall für Proteasomen markiert werden

• Ohne Auxin:

  • Der Repressor AUX/IAA blockiert den Transkriptionsfaktor ARF

    -> Keine Genablesung

• Mit Auxin:

  • Auxin bindet an TIR1

  • Dieser Komplex bindet den Repressor AUX/IAA und ubiquitiniert ihn

  • AUX/IAA wird im Proteasom abgebaut

  • ARF-Transkriptionsfaktor ist nun frei und die Expression der Auxin-Antwort-Gene kann starten

• Regulation extermes Längenwachstum

• Beeinflussung männlochen Fertilität

zu viel GA:

• pflanzen weisen inkontrolliertes, extremes Längenwachstum auf (hyper-elongiert)

  • können sich oft nicht selber stützen und sind steril (foolish seedling)

zu wenig GA:

• Pflanzen sind zwergenwüchsing (Dwarfismus)

• Keimung Samen stark verzögert oder gehemmt

• Blätter dunkelgründ, gestaucht, unregelmäßg geformt

• veringerte Fertilität oder steril

1. Wahrnehmung:

   • GA bindet an den löslichen Rezeptor GID1

2. Komplexbildung:

   • GA-GID1-Komplex bindet an DELLA-Proteine

     • Kernrepressoren, die normalerweise das Wachstum hemmen

3. Abbau:

   • Bindung von GID1 rekrutiert eine E3-Ubiquitin-Ligase (SCF-Komplex).

   • Diese markiert das DELLA-Protein mit Ubiquitin, woraufhin es im 26S-Proteasom abgebaut wird

4. Genaktivierung:

   • DELLA-Bremse nun entfernt

   • Transkriptionsfaktoren (wie PIFs) ungehindert GA-Antwortgene aktivieren, was zu Zellstreckung und Wachstum führt

Prinzip: Beide Signalwege nutzen das "Relief of Repression"-Prinzip (Entfernung einer Wachstumsbremse).

• Repressoren:

  • Auxin baut Aux/IAA-Proteine ab

  • Gibberellin baut DELLA-Proteine ab.

• Rezeptoren:

  • Auxin bindet an TIR1

  • GA bindet an lösliches GID1.

• Abbau-Mechanismus:

  • Beide Hormone rekrutieren spezifische E3-Ubiquitin-Ligasen (SCF-Komplexe).

• Zellulärer Ort:

  • Der hormoninduzierte Abbau der Repressoren findet in beiden Fällen im 26S-Proteasom statt.

• Resultat:

  • Befreite Transkriptionsfaktoren aktivieren die Genexpression.

• kontrollieren allgemeines Wachstum

• Mutanten, denen die Cytokinin-Rezeptoren fehlen (Triple-Mutante), zeigen reduziertes Spross- und Wurzelwachstum

Wahrnehmung:

• Cytokinine werden durch Rezeptoren mit Histidinkinase-Domänen (AHK2, AHK3, AHK4) gebunden, die in der Plasmamembran oder dem Endoplasmatischen Retikulum (ER) sitzen.

• Signalweg:

  • Bindung führt zur Autophosphorylierung des Rezeptors.

  • Phosphatgruppe wird auf Phosphotransfer-Proteine (AHP1-AHP5) übertragen.

  • AHPs wandern kontinuierlich zwischen Cytosol und Zellkern hin und her.

  • Im Kern phosphorylieren die AHPs sogenannte Response-Regulatoren vom Typ B

  • Die phosphorylierten Typ B ARRs fungieren als Transkriptionsfaktoren und aktivieren Zielgene

• Fruchtreife (Reifungshormon)

• Seneszenz (Alterung) von Blüten

• Abwurf (Abscission) von Blättern

• Ausbildung der Büten-Geschlechtlichkeit

  • erhöhte Ethylen-Werte stoppen Entwicklung männlocher Stabblätter und fördern so weibliche Blüten)

• Auslösung Dreifach-Antwort (Triple Response) bei Keimlingen

• Charakteristika:

  • Reduziertes Längenwachstum (kurzes Hypokotyl)

  • Verdickung des Hypokotyls (Schwellung)

  • Ein stark gekrümmter Apikalhaken.

• Nutzen:

  • hilft dem unterirdisch wachsenden Keimling, mechanische Hindernisse (z.B. Gestein) im Boden zu überwinden, ohne das empfindliche Apikalmeristem zu verletzen

• über Familie von Rezeptoren (ETR1, ETR2, RRS1, ERS2, EIN4)

  • befinden sich in Membran des ER

• Bindung von Ethylen inaktiviert die Rezeptoren

Gemeinsamkeit:

• Beide Systeme nutzen Membran-Rezeptoren, die über eine Histidinkinase-Domäne verfügen

  • AHKs bei Cytokinin

  • ETR1 bei Ethylen).

Unterschied:

• Cytokinin aktiviert bei Bindung seinen Rezeptor und schaltet eine fördernde Phosphorylierungskaskade an

• Ethylen hingegen inaktiviert bei Bindung seinen Rezeptor

  • Im Ethylen-Weg blockiert der ungebundene, aktive Rezeptor über die Kinase CTR1 das System (EIN2 wird phosphoryliert und abgebaut).

  • Erst wenn Ethylen bindet, wird der Rezeptor (und damit CTR1) abgeschaltet.

  • Dadurch wird EIN2 gespalten, das abgespaltene CEND-Stück wandert in den Kern, stabilisiert EIN3 und aktiviert die Genexpression

• Regulation der Samenqualität

  • Erhaltung der Dormanz

  • Kontrolle der Keimung

• Toleranz vor Umweltstress

  • steuert Weite der Stomata

• Regulation von Genexpression

• Regulation der pflanzlichen Entwicklung

• Perzeption:

  • ABA bindet an den intrazellulären Rezeptor PYR/PYL.

• Inaktivierung der Bremse:

  • ABA-Rezeptor-Komplex bindet und blockiert die PP2C-Phosphatasen (die negativen Regulatoren).

• Aktivierung der Kinasen:

  • Durch die PP2C-Blockade werden SnRK2-Kinasen durch Autophosphorylierung aktiv.

• Signalweiterleitung:

  • Die aktiven SnRK2-Kinasen phosphorylieren nachgeschaltete Zielproteine im Cytoplasma und Zellkern.

• Effektoren:

  • Im Kern aktivieren sie ABF/AREB-Transkriptionsfaktoren (Genexpression)

  • an der Plasmamembran öffnen sie Anionenkanäle (z. B. SLAC1) für den Stomaschluss.

• Pflanzen ohne ABA können den einsetzenden Trockenstress nicht in ein Signal zum Schließen der Stomata übersetzen.

• Ihre Spaltöffnungen bleiben dauerhaft geöffnet, was zu einem massiven Wasserverlust durch Transpiration und somit zum sofortigen Welken und Vertrocknen führt

• Das Verhältnis von GA zu ABA (nicht die absolute Menge) bestimmt das Schicksal des Samens durch antagonistische Genregulation.

  
  

• Chromatin-Ebene:

  • ABA aktiviert den Transkriptionsfaktor ABI5, der keimungsfördernde Gene über Histon-Deacetylierung stummschaltet.

    • GA aktiviert GAMYB, das diese Blockade löst und Genexpression (z. B. Amylase) startet.

• Direkter Abbau: GA-induzierte Signale fördern den Abbau von ABI5 (dem zentralen ABA-Repressor) via Proteasom.

• Gegenseitige Synthese-Hemmung: * Hohes ABA hemmt die GA-Biosynthese-Gene (GA3ox).

  • Hohes GA hemmt die ABA-Biosynthese-Gene (NCED).

Umweltsignal:

• Dunkelheit könnte beispielsweise Gene anschalten, die für die Biosynthese von GA nötig sind, woraufhin die Pflanze ein extremes Längenwachstum anstößt, um Licht zu erreichen.

• Trockenheit oder Kälte als abiotischer Stress:

  • könnten Enzyme induzieren, die GA abbauen, um das Energie-intensive Wachstum in ungünstigen Phasen zu stoppen